АНАЛІЗ ПРО-АНТИОКСИДАНТНОГО СТАТУСУ DAPHNIA MAGNA ЗА БІОІНКАПСУЛЯЦІЇ УФ-ОПРОМІНЕНОЮ БІОМАСОЮ ДРІЖДЖІВ RHODOTORULA MINUTA
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2026.01.125Ключові слова:
Daphnia magna, Rhodotorula minuta, біоінкапсуляція, ультрафіолетове опромінення, каротиноїди, супероксиддисмутаза, пероксидне окиснення ліпідів, окисна модифікація білків, живі кормиАнотація
Забезпечення високої життєздатності та виживаності молоді риб на ранніх етапах онтогенезу є пріоритетним завданням інтенсивної аквакультури, вирішення якого безпосередньо пов’язане з оптимізацією стартових раціонів. Гіллястовусі ракоподібні, зокрема Daphnia sp, є поширеним живим кормом, проте їхній природний нутрієнтний профіль часто дефіцитний за рядом ессенціальних сполук, зокрема каротиноїдів. Перспективним методом вирішення цієї проблеми є технологія біоінкапсуляції з використанням каротиногенних дріжджів роду Rhodotorula, біосинтетичний потенціал яких штучно підсилено за допомогою дозованого ультрафіолетового (УФ) опромінення. Мета роботи полягала в оцінці впливу біоінкапсуляції УФ-опроміненою культурою дріжджів Rhodotorula minuta на про-антиоксидантний статус та динаміку чисельності популяції Daphnia magna для обґрунтування перспективності застосування модифікованої мікробної біомаси в аквакультурі. Стимуляцію каротиногенезу у штаму R. minuta УКМ Y-1349 здійснювали шляхом короткохвильового УФ-опромінення λ= 254 нм) протягом 120 хвилин з наступним глибинним культивуванням. Отриману біомасу використовували для вигодовування D. magna протягом 16 діб із кінцевою концентрацією субстрату 1,5× 107 КУО/л. Стан про-антиоксидантної системи дафній оцінювали за вмістом ТБК-активних продуктів, рівнем карбонільних похідних білків та активністю супероксиддисмутази на 8-у та 16-у добу експерименту. Паралельно здійснювали щоденний моніторинг чисельності популяції. Встановлено, що згодовування УФ-модифікованого корму ініціює в організмі дафній стан помірного фізіологічного еустресу, що супроводжується зростанням рівня ТБК-активних продуктів у 1,5 рази та вмісту карбонільних груп білків у 1,77 рази порівняно з нативним контролем, що, ймовірно, зумовлено прооксидантним ефектом високих концентрацій накопичених каротиноїдів. Проте на 16-у добу вигодовування зафіксовано потужну компенсаторну відповідь: активність СОД у дослідній групі майже вдвічі перевищувала показники контролю, що призвело до стабілізації процесів ліпопероксидації та збільшенні чисельності популяції на 37%. Результати дослідження підтверджують, що біомаса УФ-опромінених дріжджів R. minuta виступає ефективним біомодулятором про-антиоксидантного статусу живих кормів. Викликаний еустрес забезпечує зростання їхньої життєздатності та обґрунтовує перспективність впровадження цієї біотехнології для оптимізації кормової бази в рибництві.
Посилання
1. Cheban, L., Khudyi, O., Prusiñska, M., Duda, A., Khuda, L., Wiszniewski, G., Kushniryk, O., & Kapusta, A. (2020). Survival, proximate composition, and proteolytic activity of Artemia salina bioencapsulated with different algal monocultures. Fisheries & Aquatic Life, 28(3), 205–215. https://doi.org/10.2478/aopf-2020-0025
2. Chentir, I., Ben Miri, Y., Kot, A. M., Nikhanj, P., Mussagy, C. U., Arous, F., & Markou, G. (2025). Rhodotorula genus: Vast knowledge, limited commercialization – What is holding us back? Fungal Biology Reviews, 54, Article 100459. https://doi.org/10.1016/j.fbr.2025.100459
3. Goncalves, R., Pfalzgraff, T., & Lund, I. (2024). Impact of live feed substitution with formulated diets on the development, digestive capacity, biochemical composition, and rearing water quality of European lobster (Homarus gammarus, L.) larvae. Aquaculture, 586, Article 740776. https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2024.740776
4. Haldule, S., Singhvi, M., & Zinjarde, S. (2026). Rhodotorula and Phaffia: Pigment producing basidiomycetous yeasts for application in aquaculture practices. Archives of Microbiology, 208(3), Article 67. https://doi.org/10.1007/s00203-025-04605-8
5. Khuda, L., & Khudyi, O. (2024). Analiz kryvykh vyzhyvanosti Daphnia magna za umov inkapsuliatsii biomasoi Rhodotorula minuta [Analysis of Daphnia magna survival curves under conditions of encapsulation by Rhodotorula minuta biomass]. Biolohichni systemy, 16(1), 53–57. https://doi.org/10.31861/biosystems2024.01.053 (in Ukrainian)
6. Khuda, L., Spivak, M., Demchenko, О., Karucheru, О., Frunza, O., Khudyi, О. (2020). Probiotic correction of Daphnia magna microbial profile using Lactobacillus casei UCM 7280. Scientific Herald of Chernivtsi University. Biology (Biological Systems), 12 (1), 3-8. https://doi.org/10.31861/biosystems2020.01.003
7. Khudyi, O., Kushniryk, O., Khuda, L., Marchenko, M. (2018). Differences in Nutritional Value and Amino Acid Composition of Moina macrocopa (Straus) Using Yeast Saccharomyces cerevisiae and Rhodotorula glutinis as Fodder Substrates. Int Lett Nat Sci, 68, 27-34. https://doi.org/10.56431/p-9lbt9i .
8. Kiritsa E. (2005). The directed synthesis of carotinoids by yeasts and the perspectives of its use: Dissertation of Dr. in biology. Chisinau, 2005, 129 p.
9. Kraievska I.M., Vasina L.M. (2017). Dynamika nakopychennia biomasy i karotynsyntezuiucha aktyvnist Rhodotorula glutinis (Fresenius) F. C. Harrison (1982) za dii ultrafioletu [Dynamics of biomass accumulation and carotene synthesizing activity of Rhodotorula glutinis (Fresenius) F.C. Harrison (1982) under the action of ultraviolet radiation] – Biolgical Systems 9: 183-186 (in Ukrainian)
10. Melaku, S., Geremew, A., Getahun, A., Mengestou, S., & Belay, A. (2024). Challenges and prospects of using live feed substitutes for larval fish. Fisheries and Aquatic Sciences, 27(8), 475–487. https://doi.org/10.47853/FAS.2024.e45
11. Ohkawa, H., Ohishi, N., & Yagi, K. (1979). Assay for lipid peroxides in animal tissues by thiobarbituric acid reaction. Analytical Biochemistry, 95(2), 351–358. https://doi.org/10.1016/0003-2697(79)90738-3
12. Radhakrishnan, D.K., AkbarAli, I., Schmidt, B.V., John, E.M., Sivanpillai, S., Vasunambesan, S.T. (2020). Improvement of nutritional quality of live feed for aquaculture: An overview. Aquac. Res., 51, 1–17. https://doi.org/10.1111/are.14357
13. Reznick, A. Z., & Packer, L. (1994). Oxidative damage to proteins: Spectrophotometric method for carbonyl assay. Methods in Enzymology, 233, 357–363. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(94)33041-7
14. Samat, N.A., Yusoff, F.M., Rasdi, N.W., Karim, M. (2020). Enhancement of Live Food Nutritional Status with Essential Nutrients for Improving Aquatic Animal Health: A Review. Animals, 10, 2457. https://doi.org/10.3390/ani10122457
15. Sun, M., Zigman, S. (1978). An improved spectrophotometric assay for superoxide dismutase based on epinephrine autoxidation. Analytical Biochemistry, 90(1), 81–89. https://doi.org/10.1016/0003-2697(78)90010-6
16. Vasina, L., Kraievska, I., Khudyi, O., Khuda, L., & Cheban, L. (2020). Application of an association of yeast and lactic acid bacteria to bioencapsulate carotenoids in Daphnia magna (Straus, 1820). Fisheries & Aquatic Life, 28(4), 225–233. https://doi.org/10.2478/aopf-2020-0027
