ВПЛИВ САХАРОЗИ ТА ГЛЮКОЗИ НА ОКИСНУ МОДИФІКАЦІЮ БІЛКІВ ЗА ДІЇ ТЕПЛОВОГО СТРЕСУ У НОКАУТНОГО МУТАНТУ CAT2CAT3 ARABIDOPSIS THALIANA
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2020.02.150Keywords:
сахароза, глюкоза, карбонільні групи білків, сat2сat3 нокаутні рослини, Аrabidopsis thaliana, тепловий стресAbstract
Одним із факторів, що негативно впливає на рослини є підвищена температура. Зокрема, за дії теплового
стресу у рослинній клітині зростає продукція активних форм кисню (АФК), що призводить до розвитку оксидативного стресу. Утворення карбонільних груп (КГ) у білках є маркером оксидативного пошкодження рослинної клітини. У рослин існує система захисту, до якої належать розчинні вуглеводи такі як сахароза та глюкоза та антиоксидантні ферменти, зокрема каталаза.. Вуглеводи володіють протекторними механізмами захисту та здатні активувати різні сигнальні шляхи, що в свою чергу зумовлює зміни в експресії генів. Не зважаючи на наявні в літературі дані, відомостей щодо впливу сахарози та глюкози на процеси окисної модифікації білків за дії теплового стресу недостатньо. Метою нашої роботи було дослідження ролі розчинних вуглеводів (сахарози та глюкози) на вміст КГ у сat2сat3 нокаутних рослин A. thaliana за дії теплового стресу.
Для дослідження використовували 7-тижневі рослини Arabidopsis thaliana дикого типу та нокаутної сat2сat3 лінії, в якої відсутня експресія двох генів каталази - сat2 та сat3. Рослини вирощували умовах 16-годинного світлового дня за температури + 20ºС та освітленості 2,5 кЛк. Теплову обробку проводили на водяній бані в скляних колбах, в які попередньо вносили по 15-20 листків та інкубували в 1 мМ калій-осфатному буфері без вуглеводів та із вмістом сахарози і глюкози у кінцевій концентрації 1 % протягом 2 і 4 годин за температури + 37°С та + 44°С. Вміст КГ та загального білку визначали спектрофотометрично.
Показано, що інтактні нокаутні сat2сat3 рослини характеризуються більшим вмістом КГ, що свідчить про
хронічний оксидативний стрес. Додавання екзогенних сахарози або глюкози у інкубаційний буфер мало протекторну дію за 4-годинного стресу. Утворення КГ у ДТ знижувалось за дії +37 ºС та +44ºС, в той час як у
сat2сat3 лінії лише за дії помірного (+37ºС) теплового стресу. За +44ºС у нокаутного мутанту відбувається
виснаження альтернативних шляхів захисту.
References
Buzduga IM, Volkov RA, Panchuk II. Metabolic compensation in Arabidopsis thaliana catalase-deficient mutants. Cytology and genetics. 2018; 52(1): 41–51.doi: 10.3103/s0095452718010036
Lakyn GF. Biometrics: textbook for biol. special. Moscow: Vysshaia shkola; 1990.
Rusnak TO, Volkov RA, Panchuk II. Оxidative modification of proteins in Arabidopsis thaliana wild type and KO-CAT2 knock-out mutant upon heat stress. The Bulletin of Vavilov Society of Geneticists and Breeders of Ukraine. 2013; 11(2): 260–266.
Anjum NA, Sofo A, Scopa A et al. Lipids and proteins –major targets of oxidative modifications in abiotic stressed plants. Environ. Sci. Pollut. Research. 2014;22(6): 4099-4121. doi:10.1007/s11356-014-3917-1
Aristizábal D, Rivas V, Cassab GI, Lledías F. Heat stress reveals high molecular mass proteasomes in Arabidopsis thaliana suspension cells cultures. Plant Physiol. and Biochem. 2019; 140: 78–87. doi:10.1016/j.plaphy.2019.04.034
.Bradford ММ. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analyt. Biochem. 1976; 72: 248–254
Choudhury FK, Rivero RM, Blumwald E, Mittler R. Reactive oxygen species, abiotic stress and stress combination. Plant J. 2017; 90(5): 856–867. doi:10.1111/tpj.13299
Hu S, Ding Y, Zhu C. Sensitivity and responses of chloroplasts to heat stress in plants. Front. Plant Sci. 2020; 11: 1–11. doi:10.3389/fpls.2020.00375
Huang YW, Zhou ZQ, Yang HX et al. Glucose application protects chloroplast ultrastructure in heat-stressed cucumber leaves through modifying antioxidant enzyme activity. Biol. Plantarum. 2014; 59(1): 131–138. doi:10.1007/s10535-014-0470-1
Kapoor D, Singh S, Kumar V et al. Antioxidant enzymes regulation in plants in reference to reactive oxygen pecies (ROS) and reactive nitrogen species (RNS). Plant Gene. 2019; 19: 1–13. doi:10.1016/j.plgene.2019.100182
Levine RL, Williams J, Stadtman ER, Shacter E. Carbonyl assays for determination of oxidatively modified proteins. Methods Enzymol. 1994; 233: 346-357.
Lohani N, Singh MB, Bhalla PL. High temperature susceptibility of sexual reproduction in crop plants. J. Exp. Botany. 2020; 71(2): 555–568. doi:10.1093/jxb/erz426
Mhamdi A, Queval G, Chaouch S. et al. Catalase function in plants: a focus on Arabidopsis mutants as stressmimic models. J. Exp. Bot. 2010; 61(15): 4197–4220. doi: 10.1093/jxb/erq282
Møller IM, Havelund JF, Rogowska‐Wrzesinska A. Protein carbonylation in plants. In: Protein сarbonylation: principles, analysis, and biological implications, 1st ed. by Ros J.: John Wiley & Sons; 2017: 321–339.
Nadarajah KK. ROS Homeostasis in abiotic stress tolerance in plants. Int. J. Mol. Sci. 2020; 21(15): 1–29. doi:10.3390/ijms21155208
Niu Y, Xiang Y. An overview of biomembrane functions in plant responses to high-temperature stress. Front. Plant Sci. 2018; 9: 1–12. doi:10.3389/fpls.2018.00915
Panchuk II, Volkov RA, Schöffl F. Heat stress- and heat shock transcription factor-dependent expression and activity of APX in Arabidopsis. Plant Physiol. 2002; 129: 838-853. doi: 10.1104/pp.001362
Salas-Moreno M, Contreras-Puentes N, RodríguezCavallo E. et al. Protein carbonylation as a biomarker of heavy metal, Cd and Pb, damage in Paspalum fasciculatum Willd. ex Flüggé. Plants. 2019; 8: 1–17. doi:10.3390/plants8110513
Sgobba A, Paradiso A, Dipierro S. et al. Changes in antioxidants are critical in determining cell responses to short- and long-term heat stress. Physiol. Plantarum. 2014; 153(1): 68–78. doi:10.1111/ppl.12220
Soares C, Carvalho MEA, Azevedo RA, Fidalgo F. Plants facing oxidative challenges - a little help from the antioxidant networks. Environ. Exp. Botany. 2018; 161: 4–25. doi:10.1016/j.envexpbot.2018.12.009
Xia Q, El-Maarouf-Bouteau H, Bailly C, Meimoun P. Determination of protein carbonylation and proteasome activity in seeds. Plant Proteostasis. 2016; 1450: 205– 212. doi:10.1007/978-1-4939-3759-2_16
