ЗМІНА ЕКСПРЕСІЇ ГЕНІВ ЦВІТІННЯ У ВІДПОВІДЬ НА УФ-С ОПРОМІНЕННЯ РОСЛИН ARABIDOPSIS THALIANA, ВИРОЩЕНИХ ЗА РІЗНИХ УМОВ ОСВІТЛЕНОСТІ ТА ТЕМПЕРАТУРНОГО РЕЖИМУ
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2018.01.008Ключові слова:
УФ-опромінення, арабідопсіс, гени цвітіння, відносна експресія, освітленість, РНК, кількісний ПЛР-аналізАнотація
Метою даної роботи є дослідити яким чином вирощування рослин в різних умовах освітлення впливає на час цвітіння та регуляцію активності генів цвітіння під дією стрес-фактору. Рослини Arabidopsis thaliana екотипу Col0 культивували у червоному, фіолетовому та оранжевому світлі при 21 °C та 24 °C в режимі світла та темряви у співвідношенні 18/6. В ході росту рослин фіксували фази розвитку. На фазі сформованої розетки 2.3, експериментальні групи були опромінені УФ-С впродовж 10 хв. На фазі 5.1. визначали відносну експресію генів Apetala 1, Gigantia, Leafy, Flowering locus T, Flowering locus C, Constants, RAD51 та PCNA2 методом кількісної ПЛР в реальному часі. В якості референсного гену використовували ген актину act 2.
Фенологічні дані експерименту показали, що рослини, вирощені в фіолетовому та оранжевому освітленні та при температурі 21 °C мають затримку у розвитку на 6 днів порівняно з білим світлом при 24 °C; рослини, вирощені в червоному та фіолетовому спектрі при 24 °C мають затримку у 3 дні. Аналіз відносної експресії генів показав, що при вирощуванні у червоному спектрі світла при 24 °C, експресія гену RAD51 знижувалася у відповідь на УФ-опромінення за коефіцієнтом 0.379 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 0.192 – 0.764). Експресія гену циркадних ритмів Co знижувалася за коефіцієнтом 0.021 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 0.011 – 0.041), Gi
знижується з середнім коефіцієнтом 0.291 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 0.144 – 0.595), AP1 навпаки збільшується з середнім коефіцієнтом 2.557 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 1.194 – 6.399). При вирощуванні рослин у фіолетовому та оранжевому освітлені та за температури 21 °C, показано зниження рівня експресії транскрипційного фактору AP1 для рослин дослідної групи з коефіцієнтом 0.023 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 0.007 – 0.078) та 0.306 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 0.116 – 0.818) відповідно, LFY також зменшується за коефіцієнтом 0.177 (P (H1) =0.000, 95% С.І. 0.069 – 0.455) та 0.33 (P (H1) = 0.000, 95% С.І. 0.172 – 0.633). Для групи рослин, що культивувалися в фіолетовим освітленням при 24 °C статистично значущих змін експресії серед досліджуваних генів виявлено не було.
Посилання
Georges B., Périlleux C. A physiological overview of the genetics of flowering time control. Plant Biotechnology Journal. 2005; 3(1): 3–16.
Boyes, D. C. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: a model for high throughput functional genomics in plants. The plant cell online. 2001; 13 (7): 1499–1510.
Brown Ch. S, Schuerger A. C, Sager J. C. Growth and photomorphogenesis of Pepper plants under red lightemitting diodes with supplemental blue or far-red lighting. J Am Soc Hortic Sci. 1995; 120(5): 808–813.
Parcy F., Nilsson O., Busch M.A., Lee I., Weigel D. A genetic framework for floral patterning. Nature. 1998; 395 (6702): 561–566.
Choi J. Conformational effects of UV light on DNA origami. J. Am. Chem. Soc. 2017; 139(4): 1380–1383.
Hollósy F. Effects of ultraviolet radiation on plant cells. Micron. 2002; 33(2): 179–197.
King R.W, Hisamatsu T., Goldschmidt E.E, Blundell C., The nature of floral signals in Arabidopsis. I. Photosynthesis and a far-red photoresponse independently regulate flowering by increasing expression of Flowering Locus T (FT). J. Exp. Bot. 2008; 59(14): 3811–3820.
Leal W.L., Mourik S.V., Posé D., Kim M.C., Schmid M., Van Ham R., Busscher, et al. A quantitative and dynamic model of the Arabidopsis flowering time gene regulatory network. PLoS One. 2015; 10(2): e0116973. doi:10.1371/journal.pone.0116973.
McCree K.J. The action spectrum, absorptance and quantum yield of photosynthesis in crop plants. Agricultural Meteorology. 1972; 9(3): 191–216.
Muneer S, Park Y.G, Jeong B.R. Red and blue light emitting diodes (LEDs) participate in mitigation of hyperhydricity in in vitro-grown carnation genotypes (Dianthus caryophyllus). Journal of Plant Growth Regulation. 2018; 37(2): 370–379.
Pfaffl M.W, Horgan G.W., Dempfle L. Relative expression software tool (REST) for group-wise comparison and statistical analysis of relative expression results in Real-Time PCR. Nucleic Acids Research. 2002; 30(9): e36.
Rozema J., Lenssen G.M., Van De Staaij J.W.M, Tosserams M., Visser A. J., Broekman R.A. Effects of UV-B radiation on terrestrial plants and ecosystems: interaction with CO2 enrichment. Plant Ecology. 1997; 128(1–2): 183–191.
Seiler F., Soll J., Bölter B., Comparative phenotypical and molecular analyses of Arabidopsis grown under fluorescent and LED light. Plants. 2017; 6(2): E24.
Sidler C., Li D., Kovalchuk O., Kovalchuk I., Development-dependent expression of DNA repair genes and epigenetic regulators in Arabidopsis plants exposed to ionizing radiation. Radiat. Res. 2015; 183(2): 219–232.
Song Y.H., Ito S, Imaizumi T. Flowering time regulation: in leaves. Trends in Plant Science. 2013; 18(10): 575–583.
Teramura A., Sullivan J.H. Effects of UV-B radiation on photosynthesis and growth of terrestrial plants. Photosynthesis Research. 1994; 39(3): 463–473.
Volkov R.A., Panchuk I.I., Schöffl F. Heat-stressdependency and developmental modulation of gene expression: the potential of house-keeping genes as internal standards in mRNA expression profiling using real-time RT-PCR. J. Experiment. Bot. 2003; 54: 2343–2349.
