ПРОДУКТИВНІСТЬ ЗЕЛЕНОЇ ВОДОРОСТІ DUNALIELLA VIRIDIS TEODORESCO ЗА РІЗНОЇ КІЛЬКОСТІ NaCl У СЕРЕДОВИЩІ
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2019.02.148Keywords:
Dunaliella viridis Teodor., NaCl, біомаса, білок, ліпіди, каротиноїдиAbstract
Робота присвячена вивченню впливу концентрації NaCl на продуктивність галофільної водорості D. viridis. Це одноклітинна фотосинтетична зелена водорость, позбавлена клітинної стінки. D. viridis може рости при надзвичайно високій засоленості та інтенсивності світла. Сіль додавали у живильне середовище у концентрації 0.1 M, 0,5 M, 1,5 M та 2 M. Характер росту культури D. viridis залежить від концентрації NaCl у живильному середовищі. Показано, що культура стійка до високих концентрацій солі. На класичному живильному середовищі Артарі D. viridis росте дуже швидко і накопичує максимум біомаси на кінець експоненційної фази росту. Зміни концентрації солі у класичному середовищі Артарі призводять до змін швидкості нарощування біомаси. Максимум накопичення біомаси постерігається на 12 добу при вирощуванні D. viridis у присутності 1,5 М NaCl. Застосування 0,1 М чи 0,5 М солі призводить до сповільнення росту культури водорості. При культивуванні D. viridis за умов різної забезпеченості NaCl відмічені незначні коливання рівня рН. Проте вони не були критичними для цієї водорості. Зміна кількості NaCl дозволяє передбачити продукування водорістю збільшених кількостей або ліпідів, або білків. Максимальним вмістом білків біомаса D. viridis характеризується при вирощуванні у присутності 0,5 М чи 1,5 М NaCl. Найвища кількість ліпідів та каротиноїдів відмічена у присутності 2 М хлориду натрію. Але вони були характерні і для контрольного середовища. За кількістю накопиченої біомаси, вмістом білків, рівнем ліпідів та пігментів середовище Артарі з 1,5 М NaCl є оптимальним для отримання біомаси D. viridis з підвищеним вмістом білка. Таку біомасу D. viridis можна використовувати як корм в аквакультурі.
References
Becker E. W. Micro-algae as a source of protein. Biotechnol. Adv. 2007, 25: 207-210 doi:10.1016/j.biotechadv.2006.11.002
Ben-Amotz A., Polle J.E., Rao D. S. The Alga Dunaliella: Biodiversity, Physiology, Genomics and Biotechnology. Enfield, NH: Science Publishers 2009. doi: 10.1201/b10300
Cardozo K.H., Guaratini T., Barros M.P., et al. Metabolites from algae with economical impact. Comparative Biochemistry and Physiology. 146(1–2): 60–78. doi:10.1016/j.cbpc.2006.05.007
Duan X., Ren G.Y., Liu L.L., Zhu W.X. Salt osmotic stress for lipid overproduction in batch culture of Chlorella vulgaris 11(27): 7072–7078. doi:10.5897/AJB11.3670
Duong V.T., Ahmed F., Thomas protein- and high lipid-producing microalgae from Northern Australia as potential feedstock for animal feed and biodiesel. Front. Bioeng. Biotechnol 3: 53-61. doi: 10.3389/fbioe.2015.00053.
El Baz F.K., Aboul-Enein A.M., El Accumulation of antioxidant vitamins in salina. J. Biol. Sci. 2002, 2(4): 220 10.3923/jbs.2002.220.223
Ghafari M., Rashidi B., Haznedaroglu B.Z. Effects of macro and micronutrients on neutral lipid accumulation in oleaginous microalgae. Biorefinery for fuels and platform chemicals (2): doi.org/10.1080/17597269.2016.1221644
Giordano, M., Raven, J. A. Nitrogen and sulfur assimilation in plants and algae. 118: 45–61. doi: 10.1016/j.aquabot.2014.06.012
González López C.V., García M.C.C., Fernández F.G.A. et al. Protein measurements of microalgal and cyanobacterial biomass. Bioresour. Technol 101: 7587–7591. doi:10.1016/j.biortech.2010.04.077
Goyal A. Osmoregulation in Photosynthesis and starch contribute carbon for glycerol synthesis during a salt stress in tertiolecta. Plant Physiol. Biochem 710. doi: 10.1016/j.plaphy.2
Guedes A.C., Amaro H.M., Malcata F.X. Microalgae as sources of carotenoids Mar. Drugs 644. doi: 10.3390/md9040625
Gupta B., Huang B., Mechanism of Salinity Tolerance in Plants: Physiological, Biochemical, and Molecular Characterization. Int. J. Genom., 2014: 1–18. doi: 10.1155/2014/701596
Haubner N., Sylvander P., Vuori K., Snoeijs P. Abiotic stress modified the synthesis of alphatocopherol and beta-carotene in phytoplankton species. J. Phycol. 2014, 50: 753–759. doi: 10.1111/jpy.12198
Hosseini Tafreshi, A., Shariati, M. Dunaliella biotechnology: methods and applications. J. Appl. Microbiol. 2009,107: 14–35. doi: 10.1111/j.1365-2672.2009.04153.x 15. Knight J.A., Anderson S., Rawle J.M. Chemical basis of the sulfo-phosphovanillin reaction for estimating total serum lipids. Clin Chem. 1972: 199 – 202.
Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. Journ. Biol. Chem. 1951, 193: 265-275.
Oren A. A hundred years of Dunaliella research: 1905-2005. Saline Systems. 2005, 1: 2. doi: 10.1186/1746-1448-1-2
Sanz-Luque E. et al. Understanding nitrate assimilation and its regulation in microalgae. Front Plant Sci. 2015, 6: 899-904. doi:10.3389/fpls.2015.00899
Villarruel-López A., Ascencio F., Nuño K. Microalgae, a Potential Natural Functional Food Source – a Review. Pol. J. Food Nutr. Sci. 2017,67(4): 251–263. doi.org/10.1515/pjfns-2017-0017
