ОСОБЛИВОСТІ ТРАНСАМІНУВАННЯ ЛЕЙЦИНУ В СКЕЛЕТНИХ М’ЯЗАХ ЩУРІВ ЗА УМОВ ДИСБАЛАНСУ НУТРІЄНТІВ У ХАРЧОВОМУ РАЦІОНІ
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2022.01.014Keywords:
лейцин, лейцинамінотрансфераза, скелетні м’язи, високосахарозний раціон, аліментарна депривація протеїнуAbstract
У роботі представлені дослідження особливостей трансамінування лейцину в скелетних м’язах щурів за умов дисбалансу нутрієнтів у харчовому раціоні. Досліджено розподіл вмісту вільного лейцину в м’язах та плазмі крові, активність лейцинамінотрансферази у м’язах за умов споживання надмірного вмісту сахарози, нестачі харчового протеїну та поєднаної дії двох аліментарних чинників. Впродовж експерименту дослідні тварини споживали напівсинтетичний раціон AIN-93 відповідно до рекомендацій Американського інституту харчування. З метою моделювання аліментарної депривації протеїну тварини протягом 28 днів щоденно отримували напівсинтетичний низькопротеїновий раціон, що містив 1/3 загальноприйнятої норми добової потреби білка. Високосахарозну дієту моделювали шляхом збільшення кількості сахарози в харчовому раціоні в 4 рази. Вміст лейцину в скелетних м’язах та плазмі крові визначали методом хроматографічного аналізу на автоматичному аналізаторі амінокислот Т 339. Лейцинамінотрансферазну активність у мітохондріальній фракції скелетних м’язів щурів оцінювали за кількістю утвореного α-кетоізокапроату.
Встановлено достовірне зниження вмісту лейцину в скелетних м’язах протеїнодефіцитних щурів на 42% та приблизно на 70% у групах тварин, які отримували надмірну кількість сахарози порівняно зі значеннями контрольних тварин. Оскільки надмірне споживання сахарози призводить до максимального зменшення рівня даної амінокислоти у м’язах тварин, це можна розглядати як один із механізмів порушення надходження глюкози в інсулінозалежні тканини. Водночас у скелетних м’язах протеїнодефіцитних щурів зареєстровано зниження лейцинамінотрансферазної активності на 40 %; при споживанні високосахарозного раціону активність досліджуваного ферменту порівняно з показниками контролю знижується на 50 %. Результати досліджень засвідчують зниження концентрації лейцину в плазмі крові усіх дослідних груп тварин порівняно із контрольними показниками. Найнижчі знаження рівня даної амінокислоти зареєстовано за умов споживання надлишкової кількості сахарози незалежно від вмісту протеїну в харчовому раціоні.
Дисбаланс нутрієнтів у харчовому раціоні супроводжується порушенням процесів трансамінування лейцину в скелетних м’язах щурів, що характеризується зниженням лейцинамінотрансферазної активності у мітохондріальній фракції, та, очевидно, пов’язано зі зниженням вмісту лейцину – субстрату даної реакції. Надмірне споживання сахарози виступає ключовим чинником зниження вмісту лейцину у плазмі крові щурів, що можна розглядати як характеристику внутрішньоклітинного дефіциту даної амінокислоти в м’язах.
References
Akikazu T., Fumiko S., Yukie I., et al. Glucose or Sucrose Intakes and Plasma Levels of Essential and Nonessential Amino Acids. NewInsights Into Metabolic Syndrome. 2020; 1:1-15. http://dx.doi.org/10.5772/intechopen.9225
Chen J., Ou Y., Luo R., et al. SAR1B senses leucine levels to regulate mTORC1 signalling. Nature. 2021; 596(7871): 281-284. doi: 10.1038/s41586-021-03768-w.
Cifarelli V., Beeman S.C., Smith G.I., et al. Decreased adipose tissue oxygenation associates with insulin resistance in individuals with obesity. J Clin Invest. 2020; 130(12): 6688-6699. doi: 10.1172/JCI141828.
Drummond M., Reidy P., Baird L., et al. Leucine Differentially Regulates Gene-Specific Translation in Mouse Skeletal Muscle. The Journal of Nutrition. 2017; 1: 1-8. doi:10.3945/jn.117.251181.
Duan Y., Li F., Li Y., et al. The role of leucine and its metabolites in protein and energy metabolism. Amino Acids. 2015; 48(1): 41-51. doi:10.1007/s00726-015-2067-1.
Fernandes-Lima F., Monte T. L., Nascimento F. A., et al. Short Exposure to a High-Sucrose Diet and the First 'Hit' of Nonalcoholic Fatty Liver Disease in Mice. Cells Tissues Organs. 2015-2016; 201(6): 464-472. doi: 10.1159/000446514.
Gannon N.P., Vaughan R.A. Leucine-induced anabolic-catabolism: two sides of the same coin. Amino Acids. 2015; 48(2): 321-336. doi:10.1007/s00726-015- 2109-8.
Golonka R.M., Xiao X., Abokor A.A., et al. Altered nutrient status reprograms host inflammation and metabolic health via gut microbiota. J Nutr Biochem. 2020; 80: 108360. doi: 10.1016/j.jnutbio.2020.108360.
Holeček M. Branched-chain amino acid supplementation in treatment of liver cirrhosis: Updated views on how to attenuate their harmful effects on cataplerosis and ammonia formation. Nutrition. 2017; 41:80-85. doi:10.1016/j.nut.2017.04.003.
Holeček M. Branched-chain amino acids in health and disease: metabolism, altera- tions in blood plasma, and as supplements. Nutrition & Metabolism. 2018; 15(1): 1-12. doi:10.1186/s12986-018-0271-1.
Holeček M., Vodeničarovová M. Effects of branched-chain amino acids on muscles under hyperammonemic conditions. Journal of Physiology and Biochemistry. 2018; 74(4): 523-530. doi:10.1007/s13105-018-0646-9.
Kopylchuk G.P., Ivanovich I.Y., Voloshchuk O.M. Peculiarities of ammonia metabolism in the liver of rats under the conditions of different nutrients content in a diet. Ukr Biochem J. 2020; 92(4): 71-77.
Kopylchuk H.P., Nykolaichuk I.M., Lylyk I.S. Indexes of citrulline metabolism in rat liver under the toxic injury against the background of alimentary protein deficiency. Ukr. Biochem. J. 2020; 92: 113-119. https://doi.org/10.15407/ubj92.01.113. 14.
Li Y., Xiong Z., Yan W., et al. Branched chain amino acids exacerbate myocardial ischemia/reperfusion vulnerability via enhancing GCN2/ATF6/PPAR-α pathway-dependent fatty acid oxidation. Theranostics. 2020; 10(12): 5623-5640. doi: 10.7150/thno.44836. eCollection 2020.
Lima F., Monte T. L., Nascimento F. A., et al. Short Exposure to a High-Sucrose Diet and the First 'Hit' of Nonalcoholic Fatty Liver Disease in Mice. Cells Tissues Organs. 2016; 201(6): 464-472. doi: 10.1159/000446514.
Lind T., Lind P.M., Hu L., et al. Studies of indirect and direct effects of hypervitaminosis A on rat bone by comparing free access to food and pair-feeding. Ups J Med Sci. 2018; 123(2): 82-85. doi: 10.1080/03009734.2018.1448020.
Petersen K., Gary W., Gerald I. Regulation of hepatic mitochondrial oxidation by glucosealanine cycling during starvation in humans. The journal of Clinical Investigation. 2019; 129 (11): 4671-4675.
Rajendram R., Preedy V. R., Patel V. B. Branched Chain Amino Acids in Clinical Nutrition. 2015; 2. 342 p.
Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. Jr. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet. J Nutr. 1993; 123(11):1939-1951.
Robert T., Taylori W., Jenkins T. Leucine Aminotransferase: I. Colorimetric assays. J Biol Chem. 1966; 241: 4391-4395.
Soares J.D.P., Howell S.L., Teixeira F.J., et al. Dietary Amino Acids and Immunonutrition Supplementation in Cancer-Induced Skeletal Muscle Mass Depletion: A Mini-Review. Curr Pharm Des. 2020; 26(9): 970-978. doi: 10.2174/1381612826666200218100420.
Tang S., Xie J., Wu W., et al. High ammonia exposure regulates lipid metabolism in the pig skeletal muscle via mTOR pathway. Science of The Total Environment. 2020; 740: 1-11. doi:10.1016/j.scitotenv.2020.139917.
Tessari P. Leucine Transamination Is Lower in Middle-Aged Compared with Younger Adults. The Journal of Nutrition. 2017; 147(11): 1-6. jn250852. doi:10.3945/jn.117.250852.
Yoshizawa F. Effects of Leucine and Isoleucine on Glucose Metabolism. Branched Chain Amino Acids in Clinical Nutrition. 2015; 1: 63-73. doi:10.1007/978-1-4939- 1923-9_6.
