АКТИВНІСТЬ ЕНЗИМІВ РЕГЕНЕРАЦІЇ ГЛУТАТІОНУ В ГЕПАТОЦИТАХ ЩУРІВ ЗА УМОВ НУТРІТИВНОГО ДИСБАЛАНСУ
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2021.02.115Keywords:
глутатіон, глутатіонредуктаза, глюкозо-6-фосфатдегідрогеназа, редокс-індекс, гепатоцити, високосахарозний раціон, аліментарна депривація протеїнуAbstract
У роботі представлені дослідження редокс-статусу глутатіонової системи та активності ензимів регенерації глутатіону в гепатоцитах щурів за умов різного забезпечення харчового раціону протеїном та сахарозою: вмісту відновленої та окисленої форм глутатіону, редокс-індексу глутатіону, глутатіонредуктазної та глюкозо-6-фосфатдегідрогеназної активностей. Впродовж експерименту дослідні тварини споживали напівсинтетичний раціон AIN-93 відповідно до рекомендацій Американського інституту нутрієнтології. Виділення гепатоцитів проводили неензиматичним методом розчином Хенкса з додаванням 2 мМ ЕDТА. Концентрацію відновленого глутатіону досліджували за допомогою реактиву Елмана після депротеїнізації зразків на спектрофотометрі CARY 60 (CША) при довжині хвилі 412 нм. Для визначення вмісту окисленого глутатіону до реакційної суміші вносили цинковий пил з метою переведення окисленої форми у відновлену. Активність глутатіонредуктази в гепатоцитах визначали за швидкістю окислення NADPH+H+. Активність глюкозо-6-фосфатдегідрогенази досліджували за швидкістю відновлення NADP+ при довжині хвилі 340 нм. Встановлено, що за умов споживання надмірного вмісту сахарози на тлі нестачі харчового протеїну в гепатоцитах щурів відбувається максимальне зниження вмісту GSH (в 4,5 разів порівняно з контролем) з одночасним зростанням рівня GSSG (у 12 разів порівняно з контролем), що характеризується достовірним зменшенням редокс-індексу глутатіону та вказує на порушення окисно-відновної рівноваги у спряженій системі перетворення GSH ↔ GSSG. Дефіцит харчового протеїну призводить до активації ензимів регенерації глутатіону – глутатіонредуктази та глюкозо-6-фосфатдегідрогенази в гепатоцитах щурів, що, ймовірно, спрямовано на підтримку стабільного рівня GSH за умов порушення процесу його синтезу в γ-глутамілцистеїнсинтетазній реакції. Надмірне споживання сахарози виступає ключовим чинником зниження активності досліджуваних ензимів у клітинах печінки щурів, що призводить до блокування першого етапу пентозофосфатного циклу. Тому зменшення кількості NADPH, як наслідок встановлених змін, можна розглядати як одну із причин зниження вмісту відновленого глутатіону в клітинах печінки тварин за даних експериментальних умов.
References
Vlasova S.N., Shabunina E.I., Pereslegina I.A. Aktivnost glutationzavisimyih fermentov eritrotsitov pri hronicheskih zabolevaniyah u detey. Lab. delo. 1990; 8: 19-21. (in Russian)
Iskra R. Ya. The peculiarities of operation of glutathione component of antioxidant protection and lipid metabolism in pregnant rat females under the action of chromium citrate. Studia Biologica. 2013; 7(1): 71-80. https://doi.org/10.30970/sbi.0701.276. (in Ukrainian).
Kopylchuk G.P., Buchkovska I.M., Borschovetska N.L., Chopyk N.V. The activityof glutathione synthesis and conjugationenzymes in rat hepatocytes under conditions of low-protein diet and acute liver injury. Scientific Herald of Chernivtsi University. Biology (Biological Systems). 2014; 6(1): 10-15. (in Ukrainian).
Kopylchuk Н.Р., Nykolaichuk I.M., Kaliuzhna Yu.A. The features of metabolic transformations of homocysteine and cysteine in rats’ hepatocytes under the nutritional imbalance. Scientific Herald of Chernivtsi University. Biology (Biological Systems). 2020; 12(2): 141-149. https://doi.org/10.31861/biosystems2020.02.141. (in Ukrainian).
Salyha N.O. Activity of the glutathione system of antioxidant defense in rats under the action of L-glutamic acid. Ukr. Biochem. J. 2013; 85(4): 40-47. doi: http://dx.doi.org/10.15407/ubj85.04.040. (in Ukrainian).
Bachhawat A.K., Yadav S. The glutathione cycle: Glutathione metabolism beyond the gamma-glutamyl cycle. IUBMB Life. 2018; 70(7):585-592. doi: 10.1002/iub.1756.
Bakirezer S.D., Yaltirik C.K., Kaya A.H., Yilmaz S.G., Ozdogan S., Billur D., Isbir T. The Evaluation of Glutathione Reductase and Malondialdehyde Levels in Patients With Lumbar Disc Degeneration Disease. In Vivo. 2019; 33(3):811-814. doi: 10.21873/invivo.11543.
Chen Y., Manna S.K., Golla S., Krausz K.W., Cai Y., Garcia-Milian R., Chakraborty T., Chakraborty J., Chatterjee R., Thompson D.C., Gonzalez F.J., Vasiliou V. Glutathione deficiency-elicited reprogramming of hepatic metabolism protects against alcohol-induced steatosis. Free Radic Biol Med. 2019; 143:127-139. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2019.07.025.
Couto N., Wood J., Barber J. The role of glutathione reductase and related enzymes on cellular redox homoeostasis network. Free Radic Biol Med. 2016. 95:27-42. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2016.02.028.
Fernandes-Lima F., Monte T. L., Nascimento F. A., Gregório B. M. Short Exposure to a High-Sucrose Diet and the First 'Hit' of Nonalcoholic Fatty Liver Disease in Mice. Cells Tissues Organs. Cells Tissues Organs. 2015 -2016; 201(6):464-472. doi: 10.1159/000446514.
Flohé L. The fairytale of the GSSG/GSH redox potential. Biochim Biophys Acta. 2013;1830(5): 3139-42. doi: 10.1016/j.bbagen.2012.10.020.
Forman H.J., Zhang H., Rinna A. Glutathione: overview of its protective roles, measurement, and biosynthesis. Mol Aspects Med. 2009; 30(1-2):1-12. doi: 10.1016/j.mam.2008.08.006.
Górny M., Wnuk A., Kamińska A., Kamińska K., Chwatko G., Bilska-Wilkosz A., Iciek M., Kajta M., Rogóż Z., Lorenc-Koci E. Molecules. 2019; 24(23):4253. doi: 10.3390/molecules24234253.
Jensen T., Abdelmalek M.F., Sullivan S., Nadeau K.J., Green M., Roncal C., Nakagawa T., Kuwabara M., Sato Y., Kang D.H., Tolan D.R., Sanchez-Lozada L.G., Rosen H.R., Lanaspa M.A., Diehl A.M., Johnson R.J. Fructose and sugar: A major mediator of non-alcoholic fatty liver disease. J Hepatol. 2018; 68(5):1063-1075. doi: 10.1016/j.jhep.2018.01.019.
Kopylchuk H.P., Nykolaichuk I. M. Basic components of glutathion system in rat erythrocytes under conditions of toxic damage on the background of an alimental protein lack. Biological systems. 2020. 12(1): 31-38. https://doi.org/10.31861/biosystems2020.01.031.
Kravchenko L., Petrenko A., Shanina I., Fuller B. A simple non-enzymatic method for the isolation of high yields of functional rat hepatocytes. Cell Biol Int. 2002; 26(11):1003-6. doi: 10.1006/cbir.2002.0951.
Lind T., Lind P.M., Hu L., Melhus H. Studies of indirect and direct effects of hypervitaminosis A on rat bone by comparing free access to food and pair-feeding. Ups J Med Sci. 2018; 123(2):82-85. doi: 10.1080/03009734.2018.1448020.
Lushchak V.I. Glutathione homeostasis and functions: potential targets for medical. J Amino Acids. 2012; 736837. doi: 10.1155/2012/736837.
Meyer A.J., Hell R. Glutathione homeostasis and redox-regulation by sulfhydryl groups. Photosynth Res. 2005; 86(3):435-57. doi: 10.1007/s11120-005-8425-1.
Nagy P. Kinetics and mechanisms of thiol-disulfide exchange covering direct substitution and thiol oxidation-mediated pathways. Antioxid Redox Signal. 2013; 18(13):1623-41. doi: 10.1089/ars.2012.4973.
Oestreicher J., Morgan B. Glutathione: subcellular distribution and membrane transport (1). Biochem Cell Biol. 2019; 97(3):270-289. doi: 10.1139/bcb-2018-0189.
Reeves P.G., Nielsen F.H., Fahey G.C. Jr. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American Institute of Nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet. J Nutr. 1993; 123(11): 1939–1951.
Stanhope K.L. Sugar consumption, metabolic disease and obesity: The state of the controversy. Crit Rev Clin Lab Sci. 2016; 53(1):52-67. doi: 10.3109/10408363.2015.1084990.
Stantont R.C. Glucose-6-phosphate dehydrogenase, NADPH, and cell survival. IUBMB Life. 2012. 64(5): 362-369. doi: 10.1002/iub.1017.
