ОРГАНІЗАЦІЯ ТА ПОЛІМОРФІЗМ ПОВТОРІВ 5S рДНК У ІНВАЗІЙНИХ ВИДІВ РОДУ REYNOUTRIA
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2026.02.349Ключові слова:
біологічне різноманіття, інвазійні види, генетичний баркодинг, 5S рДНКАнотація
Reynoutria japonica Houtt., R. sachalinensis (F. Schmidt) Nakai та гібрид між ними R. × bohemica Chrtek & Chrtkova належать до найбільш агресивних інвазійних рослин Європи. Поєднання поліплоїдії, міжвидової гібридизації та клонального розмноження робить рід Reynoutria привабливою моделлю для дослідження еволюції геномів, а надійна ідентифікація батьківських видів і гібридів має важливе практичне значення у природоохоронній діяльності. Перспективним маркером таких цілей є міжгенний спейсер (IGS) 5S рДНК, проте організація та поліморфізм цих ділянок геному у представників роду Reynoutria досі не досліджувались.
Метою цієї роботи було охарактеризувати молекулярну організацію та внутрішньогеномний поліморфізм 5S рДНК R. japonica та R. sachalinensis з території України. Ділянку IGS 5S рДНК ампліфікували за допомогою ПЛР та секвенували методом Illumina. Для основних риботипів провели філогенетичний аналіз, оцінили їх представленість у геномах обох видів та проаналізували регуляторні елементи в IGS.
В обох видів виявлено високий рівень внутрішньогеномного поліморфізму 5S рДНК. Мінливість IGS зумовлена майже виключно нуклеотидними замінами: з 85 варіабельних сайтів 65 є парсимоній-інформативними, тоді як кількість інделів низька. Передбачуваний термінатор транскрипції та зовнішні елементи промотора загалом консервативні. На філогенетичному дереві 29 основних риботипів утворюють три кластери, лише один з яких є спільним для обох видів, тоді як два інші характерні для R. japonica або R. sachalinensis. Такі відмінності можуть бути наслідком швидкої еволюції масивів 5S рДНК після дивергенції цих видів. Видоспецифічні кластери риботипів можуть бути використані для ідентифікації R. japonica, R. sachalinensis та їх гібридів. Виявлена присутність окремих риботипів R. japonica в геномі R. sachalinensis може вказувати на інтрогресивну гібридизацію між цими видами.
Посилання
1. Bailey, J. P. (2001). Fallopia × conollyana: The railway-yard knotweed. Watsonia, 23, 539–541.
2. Bailey, J. P. (2013). The Japanese knotweed invasion viewed as a vast unintentional hybridisation experiment. Heredity, 110(2), 105–110. https://doi.org/10.1038/hdy.2012.98
3. Bailey, J. P., Bímová, K., & Mandák, B. (2009). Asexual spread versus sexual reproduction and evolution in Japanese knotweed s.l. sets the stage for the “Battle of the Clones”. Biological Invasions, 11(5), 1189–1203. https://doi.org/10.1007/s10530-008-9381-4
4. Budzhak, V. V., Shevera, M. V., Budzhak, T. V., Shelyfist, A. Y., & Volkov, R. A. (2026). Reynoutria × bohemica (Polygonaceae): Modeling potential changes in its secondary range in Ukraine. Environmental & Socio-economic Studies, 14(3), 66–77. https://doi.org/10.2478/environ-2026-0020
5. Bzdęga, K., Janiak, A., Książczyk, T., Lewandowska, A., Gancarek, M., Sliwinska, E., & Tokarska-Guzik, B. (2016). A survey of genetic variation and genome evolution within the invasive Fallopia complex. PLOS ONE, 11(8), e0161854. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0161854
6. Chen, S., Zhou, Y., Chen, Y., & Gu, J. (2018). fastp: An ultra-fast all-in-one FASTQ preprocessor. Bioinformatics, 34(17), i884–i890. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bty560
7. Ciganda, M., & Williams, N. (2011). Eukaryotic 5S rRNA biogenesis. Wiley Interdisciplinary Reviews: RNA, 2(4), 523–533. https://doi.org/10.1002/wrna.74
8. Cloix, C., Yukawa, Y., Tutois, S., Sugiura, M., & Tourmente, S. (2003). In vitro analysis of the sequences required for transcription of the Arabidopsis thaliana 5S rRNA genes. The Plant Journal, 35(2), 251–261. https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.2003.01793.x
9. D’Hertefeldt, T., Andersson, A., Andersson, E., Nerer, B., West, M., & Zimmerman, A. (2026). Sexual reproduction in invasive Japanese knotweed (Reynoutria japonica) in south Sweden. Nordic Journal of Botany, 2026, e05040. https://doi.org/10.1002/njb.05040
10. Ding, Q., Li, R., Ren, X., Chan, L. Y., Ho, V. W. S., Xie, D., Ye, P., & Zhao, Z. (2022). Genomic architecture of 5S rDNA cluster and its variations within and between species. BMC Genomics, 23(1), 238. https://doi.org/10.1186/s12864-022-08476-x
11. Douet, J., & Tourmente, S. (2007). Transcription of the 5S rRNA heterochromatic genes is epigenetically controlled in Arabidopsis thaliana and Xenopus laevis. Heredity, 99(1), 5–13. https://doi.org/10.1038/sj.hdy.6800964
12. Elder, J. F., Jr., & Turner, B. J. (1995). Concerted evolution of repetitive DNA sequences in eukaryotes. The Quarterly Review of Biology, 70(3), 297–320. https://doi.org/10.1086/419073
13. Garcia, S., Wendel, J. F., Borowska-Zuchowska, N., Aïnouche, M., Kuderova, A., & Kovarik, A. (2020). The utility of graph clustering of 5S ribosomal DNA homoeologs in plant allopolyploids, homoploid hybrids, and cryptic introgressants. Frontiers in Plant Science, 11, 41. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00041
14. Gaskin, J. F., Schwarzländer, M., Grevstad, F. S., Haverhals, M. A., Bourchier, R. S., & Miller, T. W. (2014). Extreme differences in population structure and genetic diversity for three invasive congeners: Knotweeds in western North America. Biological Invasions, 16(10), 2127–2136. https://doi.org/10.1007/s10530-014-0652-y
15. González, G. E., Fourastié, M. F., Linares Gonzáles, J., & Poggio, L. (2026). Evolutionary dynamic of rDNA during diploidization in allopolyploid Zea. Botanical Journal of the Linnean Society, 211(4), 588–595. https://doi.org/10.1093/botlinnean/boaf072
16. Hemleben, V., Grierson, D., Borisjuk, N., Volkov, R. A., & Kovarik, A. (2021). Personal perspectives on plant ribosomal RNA genes research: From precursor-rRNA to molecular evolution. Frontiers in Plant Science, 12, 797348. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.797348
17. Hollingsworth, M. L., & Bailey, J. P. (2000). Evidence for massive clonal growth in the invasive weed Fallopia japonica (Japanese knotweed). Botanical Journal of the Linnean Society, 133(4), 463–472. https://doi.org/10.1111/j.1095-8339.2000.tb01589.x
18. Kalyaanamoorthy, S., Minh, B. Q., Wong, T. K. F., von Haeseler, A., & Jermiin, L. S. (2017). ModelFinder: Fast model selection for accurate phylogenetic estimates. Nature Methods, 14(6), 587–589. https://doi.org/10.1038/nmeth.4285
19. Katoh, K., & Standley, D. M. (2013). MAFFT multiple sequence alignment software version 7: Improvements in performance and usability. Molecular Biology and Evolution, 30(4), 772–780. https://doi.org/10.1093/molbev/mst010
20. Letunic, I., & Bork, P. (2024). Interactive Tree of Life (iTOL) v6: Recent updates to the phylogenetic tree display and annotation tool. Nucleic Acids Research, 52(W1), W78–W82. https://doi.org/10.1093/nar/gkae268
21. Liu, J., Lin, J., Li, X., Deng, Z., & Huang, Y. (2025). Divergent landscapes and evolutionary trajectories of 5S rDNA and Cassandra retroelement in Saccharinae. BMC Plant Biology, 25, 1233. https://doi.org/10.1186/s12870-025-07279-y
22. Mandák, B., Pyšek, P., Lysák, M., Suda, J., Krahulcová, A., & Bímová, K. (2003). Variation in DNA-ploidy levels of Reynoutria taxa in the Czech Republic. Annals of Botany, 92(2), 265–272. https://doi.org/10.1093/aob/mcg141
23. Mandáková, T., Krumpolcová, A., Matyášek, R., Volkov, R., Lysák, M. A., & Kovařík, A. (2024). Uniparental silencing of 5S rRNA genes in plant allopolyploids – insights from Cardamine (Brassicaceae). The Plant Journal, 119(3), 1313–1326. https://doi.org/10.1111/tpj.16850
24. Mel’nyk, V. M., Andreev, I. O., & Kunakh, V. A. (2026). Genetic diversity of Gentiana sect. Cruciata (Gentianaceae) species inferred from intergenic spacer of 5S rRNA gene sequences. Botanical Journal of the Linnean Society. Advance online publication. https://doi.org/10.1093/botlinnean/boag068
25. Mereďa, P., Jr., Mártonfiová, L., Skokanová, K., Španiel, S., & Hodálová, I. (2023). Cytogeography of invasive knotweeds (Fallopia sect. Reynoutria) in central Europe: Rare aneuploids and evidence for a climatically determined distribution. Preslia, 95, 241–266. https://doi.org/10.23855/preslia.2023.241
26. Minh, B. Q., Schmidt, H. A., Chernomor, O., Schrempf, D., Woodhams, M. D., von Haeseler, A., & Lanfear, R. (2020). IQ-TREE 2: New models and efficient methods for phylogenetic inference in the genomic era. Molecular Biology and Evolution, 37(5), 1530–1534. https://doi.org/10.1093/molbev/msaa015
27. Nei, M., & Rooney, A. P. (2005). Concerted and birth-and-death evolution of multigene families. Annual Review of Genetics, 39, 121–152. https://doi.org/10.1146/annurev.genet.39.073003.112240
28. Porebski, S., Bailey, L. G., & Baum, B. R. (1997). Modification of a CTAB DNA extraction protocol for plants containing high polysaccharide and polyphenol components. Plant Molecular Biology Reporter, 15(1), 8–15. https://doi.org/10.1007/BF02772108
29. Pyšek, P., Brock, J. H., Bímová, K., Mandák, B., Jarošík, V., Koukolíková, I., Pergl, J., & Štěpánek, J. (2003). Vegetative regeneration in invasive Reynoutria (Polygonaceae) taxa: The determinant of invasibility at the genotype level. American Journal of Botany, 90(10), 1487–1495. https://doi.org/10.3732/ajb.90.10.1487
30. Rognes, T., Flouri, T., Nichols, B., Quince, C., & Mahé, F. (2016). VSEARCH: A versatile open source tool for metagenomics. PeerJ, 4, e2584. https://doi.org/10.7717/peerj.2584
31. Shen, W., Le, S., Li, Y., & Hu, F. (2016). SeqKit: A cross-platform and ultrafast toolkit for FASTA/Q file manipulation. PLOS ONE, 11(10), e0163962. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0163962
32. Shevera, M. V. (2017). Reynoutria × bohemica (Polygonaceae), a potentially invasive species of the Ukrainian flora [In Ukrainian]. Ukrainian Botanical Journal, 74(6), 548–555. https://doi.org/10.15407/ukrbotj74.06.548
33. Soares, N. R., da Costa, Z. P., Cauz-Santos, L. A., Carneiro, M. S., & Vieira, M. L. C. (2026). The repeatome landscape in the “Saccharum complex”. Frontiers in Plant Science, 17, 1809735. https://doi.org/10.3389/fpls.2026.1809735
34. Stafiniak, M., Bielecka, M., Kujawa, K., Jezierska-Domaradzka, A., Pencakowski, B., Basiak, A., Matkowski, A., & Nawrot-Hadzik, I. (2025). Integrative morphological, phytochemical, and molecular identification of three invasive and medicinal Reynoutria species. Scientific Reports, 15, 6001. https://doi.org/10.1038/s41598-025-90494-2
35. Stepanenko, A., Schubert, V., Chen, G., Kishchenko, O., Michael, T. P., Lam, E., Hrmova, M., Schubert, I., & Borisjuk, N. (2026). Genome sequence assembly of the 5S rDNA loci informs haplotype specificity and evolution in the greater duckweed Spirodela polyrhiza. Communications Biology. Advance online publication. https://doi.org/10.1038/s42003-026-09598-8
36. Tamura, K., Stecher, G., & Kumar, S. (2021). MEGA11: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 11. Molecular Biology and Evolution, 38(7), 3022–3027. https://doi.org/10.1093/molbev/msab120
37. Tynkevich, Y. O., Bushyla, K. D., & Volkov, R. A. (2020). Organization of the 5S rDNA intergenic spacer of Quercus rubra L. and its relationship to the Ukrainian Quercus species [In Ukrainian]. Factors in Experimental Evolution of Organisms, 26, 125–131. https://doi.org/10.7124/FEEO.v26.1254
38. Tynkevich, Y. O., Roshka, N. M., Timkanych, E. E., Moysiyenko, I. I., & Volkov, R. A. (2023a). The use of the 5S rDNA IGS region for DNA barcoding and molecular taxonomy of two Ukrainian species of the genus Tulipa L. [In Ukrainian]. The Bulletin of Ukrainian Society of Geneticists and Breeders, 21(1–2), 6–14. https://doi.org/10.7124/visnyk.utgis.21.1-2.1596
39. Tynkevich, Y. O., Shelyfist, A. Y., Kozub, L. V., Hemleben, V., Panchuk, I. I., & Volkov, R. A. (2022). 5S ribosomal DNA of genus Solanum: Molecular organization, evolution, and taxonomy. Frontiers in Plant Science, 13, 852406. https://doi.org/10.3389/fpls.2022.852406
40. Tynkevich, Y. O., Valin, M. O., Moysiyenko, I. I., Panchuk, I. I., & Volkov, R. A. (2023b). 5S ribosomal DNA in the family Plumbaginaceae. Cytology and Genetics, 57(6), 524–537. https://doi.org/10.3103/S0095452723060099
41. Tynkevich, Y. O., & Volkov, R. A. (2019). 5S ribosomal DNA of distantly related Quercus species: Molecular organization and taxonomic application. Cytology and Genetics, 53(6), 459–466. https://doi.org/10.3103/S0095452719060100
42. Tynkevich, Y. O., Yakobyshen, D. V., Cherkazianova, A. S., Shelyfist, A. Y., & Volkov, R. A. (2024). Intragenomic polymorphism of the ITS1-5.8S-ITS2 region in invasive species of the genus Reynoutria. Cytology and Genetics, 58(6), 536–546. https://doi.org/10.3103/S0095452724060112
43. Vitales, D., Pascual-Díaz, J. P., Zoulová, V., Kovarik, A., & Garcia, S. (2026). Genome architecture modulates 35S and 5S rDNA homogenization in Asteraceae. The Plant Journal, 128(2), e71174. https://doi.org/10.1111/tpj.71174
44. Volkov, R. A., Panchuk, I. I., Borisjuk, N. V., Hosiawa-Baranska, M., Maluszynska, J., & Hemleben, V. (2017). Evolutional dynamics of 45S and 5S ribosomal DNA in ancient allohexaploid Atropa belladonna. BMC Plant Biology, 17(1), 21. https://doi.org/10.1186/s12870-017-0978-6
45. Wang, F., Li, M., Liu, Z., Li, W., He, Q., Xing, L., Xiao, Y., Wang, M., Wang, Y., Du, C., Zhang, H., Zhou, Y., & Du, H. (2025). The mixed auto-/allooctoploid genome of Japanese knotweed (Reynoutria japonica) provides insights into its polyploid origin and invasiveness. The Plant Journal, 121(4), e70005. https://doi.org/10.1111/tpj.70005
46. Wang, W., Zhang, X., Garcia, S., Leitch, A. R., & Kovařík, A. (2023). Intragenomic rDNA variation – the product of concerted evolution, mutation, or something in between? Heredity, 131(3), 179–188. https://doi.org/10.1038/s41437-023-00634-5
47. Yakobyshen, D. V., Tynkevich, Y. O., & Volkov, R. A. (2025). LEAFY gene variants in the genomes of Ukrainian samples of the invasive species Reynoutria sachalinensis [In Ukrainian]. The Bulletin of Ukrainian Society of Geneticists and Breeders, 23(1–2), 37–44. https://doi.org/10.7124/visnyk.utgis.23.1-2.1779
