АКТИВНІСТЬ NAD+-ЗАЛЕЖНИХ ЕНЗИМІВ МІТОХОНДРІЙ НИРОК У ЩУРІВ ЗА УМОВ РІЗНОЇ ЗАБЕЗПЕЧЕНОСТІ РАЦІОНУ НУТРІЄНТАМИ
DOI:
https://doi.org/10.31861/biosystems2022.01.003Ключові слова:
нутрієнти, нирки, мітохондрії, ізоцитратдегідрогеназа, малатдегідрогеназа, α-кетоглутаратдегідрогеназаАнотація
Метою даної роботи було дослідження NAD+-залежних ензимів циклу Кребса нирок у щурів за умов різної забезпеченості раціону сахарозою та харчовим протеїном. Активність ізоцитратдегідрогенази реєстрували за накопиченням NADН у реакції перетворення ізоцитрату в α-кетоглутарат, активність малатдегідрогенази – за накопиченням NADН у реакції окислення малату при λ = 340 нм. Активність α-кетоглутаратдегідрогенази визначали спектрофотометрично за інтенсивністю окислення α-кетоглутарату при λ = 417 нм. Дослідження проводили на 4 групах тварин: І група – інтактні тварини (К); ІІ група – щурі, які перебували на низькопротеїновому раціоні (НПР); ІІІ група – щурі, які перебували на високосахарозному раціоні (ВС); ІІІ група – щури, які отримували низькопротеїновий/ високосахарозний раціон (НПР/ВС). Показано, що у тварин за умов споживання низькопротеїнового раціону спостерігається підвищення ізоцитратдегідрогеназної активності на тлі збереження на рівні показників контролю α-кетоглутаратдегідрогеназної та малатдегідрогеназної активностей. Аналогічна тенденція характерна для тварин, які споживали низькопротеїновий/високосахарозний раціон. Водночас максимально виражене підвищення ізоцитратдегідрогеназної, α-кетоглутаратдегідрогеназної та малатдегідрогеназної активностей характерне для тварин, які споживали високосахарозний раціон. Отримані результати дозволяють зробити висновок, що активація NAD+-залежних дегідрогеназ циклу Кребса за умов споживання високосахарозного раціону може розглядатися як одна з можливих ланок механізму ушкодження нирок та дозволить біохімічно обгрунтувати підходи до корекції нефротичних ускладнень за нутрієнтного дисбалансу.
Посилання
Amorim R.G., Guedes G.D.S., Vasconcelos S.M.L., Santos J.C.F. Kidney Disease in Diabetes Mellitus: Cross-Linking between Hyperglycemia, Redox Imbalance and Inflam-mation. Arq Bras Cardiol. 2019; 112(5): 577-587. doi: 10.5935/abc.20190077.
Bhatia D., Capili A., Choi M.E. Mitochondrial dysfunction in kidney injury, inflammation, and disease: Potential therapeutic approaches. Kidney Res Clin Pract. 2020;39(3): 244-258. doi: 10.23876/j.krcp.20.082.
Braga P.C., Alves M.G., Rodrigues A.S., Oliveira P.F. Mitochondrial Pathophysiology on Chronic Kidney Disease. Int. J. Mol. Sci. 2022; 23: 1776. https://doi.org/ 10.3390/ijms23031776.
Cetica P., Pintos L., Dalvit G., Beconi M. Involvement of enzymes of amino acid metabolism andtricarboxylic acid cycle in bovine oocyte maturation in vitro. Reproduction. 2003; 126(6): 753-763. https://doi.org/10.1530/rep.0.1260753.
Clark A.J., Parikh S.M. Targeting energy pathways in kidney disease: the roles of sirtuins, AMPK, and PGC1α. Kidney Int. 2021; 99(4): 828-840. doi: 10.1016/j.kint.2020.09.037.
Engeham S., Mdaki K., Jewell K., Austin R., Lehner A.N., Langley-Evans S.C. Mitochondrial respiration is de-creased in rat kidney following fetal exposure to a mater-nal low-protein diet. J Nutr Metab. 2012; 2012: 1-10. doi: 10.1155/2012/989037.
Forbes J.M. Mitochondria-Power Players in Kidney Function? Trends Endocrinol Metab. 2016; 27(7): 441-442. doi: 10.1016/j.tem.2016.05.002.
Fotheringham A.K., Solon-Biet S.M., Bielefeldt-Ohmann H., McCarthy D.A., McMahon A.C., Ruohonen K., Li I., Sullivan M.A., Whiddett R.O., Borg D.J., Cogger V.C., Ballard W.O., Turner N., Melvin R.G., Raubenheimer D., Le Couteur D.G., Simpson S.J., Forbes J.M. Kidney dis-ease risk factors do not explain impacts of low dietary protein on kidney function and structure. iScience. 2021; 24(11): 103308. https://doi.org/10.1016/j.isci.2021.103308.
Galvan D.L., Green N.H., Danesh F.R. The hallmarks of mitochondrial dysfunction in chronic kidney disease. Kidney Int. 2017; 92(5): 1051-1057. doi: 10.1016/j.kint.2017.05.034.
Guo L., Chen S., Ou L., Li S., Ye Z.N., Liu H.F. Disrupted Alpha-Ketoglutarate Homeostasis: Understanding Kidney Diseases from the View of Metabolism and Beyond. Diabetes Metab Syndr Obes. 2022; 15: 1961-1974 https://doi.org/10.2147/DMSO.S369090
Hallan S., Sharma K. The role of mitochondria in diabetic kidney disease. Curr Diab Rep. 2016; 16(7): 61. doi: 10.1007/s11892-016-0748-0.
Hasegawa S., Tanaka T., Saito T., Fukui K., Wakashima T., Susaki E.A., Ueda H.R., Nangaku M. The oral hypoxia-inducible factor prolyl hydroxylase inhibitor enarodustat counteracts alterations in renal energy metabolism in the early stages of diabetic kidney disease. Kidney Int. 2020; 97(5): 934-950. doi: 10.1016/j.kint.2019.12.007.
Huang Y.C., Soundar S., Colman R.F. Affinity cleavage at the divalent metal site of porcine NAD-specific isocitrate dehydrogenase. Protein Sci. 2000; 9(1): 104-11. doi: 10.1110/ps.9.1.104.
Itoh H., Komatsuda A., Ohtani H., Wakui H., Imai H., Sawada K., Otaka M., Ogura M., Suzuki A., Hamada F. Mammalian HSP60 is quickly sorted into the mitochondria under conditions of dehydration. Eur J Biochem. 2002; 269(23): 5931-5938. doi: 10.1046/j.1432-1033.2002.03317.x.
Kiss G., Konrad C., Doczi J., Starkov A.A., Kawamata H., Manfredi G., Zhang S.F., Gibson G.E., Beal M.F., Adam-Vizi V., Chinopoulos C. The negative impact of α-ketoglutarate dehydrogenase complex deficiency on matrix substrate-level phosphorylation. FASEB J. 2013; 27(6): 2392-406. doi: 10.1096/fj.12-220202.
Kosanam H., Thai K., Zhang Y., Advani A., Connelly K.A., Diamandis E.P., Gilbert R.E. Diabetes induces lysine acetylation of intermediary metabolism enzymes in the kidney. Diabetes. 2014; 63(7): 2432-2439. doi: 10.2337/db12-1770.
Lee D.Y., Wauquier F., Eid A.A., Roman L.J., Ghosh-Choudhury G., Khazim K., Block K., Gorin Y. Nox4 NADPH oxidase mediates peroxynitrite-dependent uncoupling of endothelial nitric-oxide synthase and fibronectin expression in response to angiotensin II: role of mitochondrial reactive oxygen species. J Biol Chem. 2013; 288(40): 28668-86. doi: 10.1074/jbc.M113.470971.
Liu X., Du H., Sun Y., Shao L. Role of abnormal energy metabolism in the progression of chronic kidney disease and drug intervention. Ren Fail. 2022; 44(1): 790-805. doi: 10.1080/0886022X.2022.2072743.
Mahajan M.S., Upasani C.D., Upaganlawar A.B., Gule-cha V.S. Renoprotective effect of co-enzyme Q10 and N-acetylcysteine on streptozotocin-induced diabetic nephropathy in rats. Int J Diabetes Clin Res. 2020; 7(2): 123. doi: 10.23937/2377-3634/1410123.
Mariño G., Pietrocola F., Kong Y., Eisenberg T., Hill J.A., Madeo F., Kroemer G. Dimethyl α-ketoglutarate inhibits maladaptive autophagy in pressure overload-induced cardiomyopathy. Autophagy. 2014; 10(5): 930-2. doi: 10.4161/auto.28235.
Mise K., Galvan D.L., Danesh F.R. Shaping up mitochon-dria in diabetic nephropathy. Kidney360. 2020; 1(9): 982-992. doi: https://doi.org/10.34067/KID.0002352020.
Mullen A.R., Wheaton W.W., Jin E.S., Chen P.H., Sullivan L.B., Cheng T., Yang Y., Linehan W.M., Chandel N.S., DeBerardinis R.J. Reductive carboxylation supports growth in tumour cells with defective mitochondria. Nature. 2011; 481 (7381): 385-8. doi: 10.1038/nature10642.
Muoio D.M. Metabolic inflexibility: when mitochondrial indecision leads to metabolic gridlock. Cell. 2014; 159(6): 1253-62. doi: 10.1016/j.cell.2014.11.034.
Ruiz-Ramírez A., Barrios-Maya M., Quezada-Pablo H., López-Acosta O., El-Hafidi M. Kidney dysfunction induced by a sucrose-rich diet in rat involves mitochondria ROS generation, cardiolipin changes, and the decline of autophagy protein markers. Am J Physiol Renal Physiol. 2020; 318(1): F53-F66. doi: 10.1152/ajprenal.00208.2019.
Sas K.M., Kayampilly P., Byun J., Nair V., Hinder L.M., Hur J., Zhang H., Lin C., Qi N.R., Michailidis G., Groop P.H., Nelson R.G., Darshi M., Sharma K., Schelling J.R., Sedor J.R., Pop-Busui R., Weinberg J.M., Soleimanpour S.A., Abcouwer S.F., Gardner T.W., Burant C.F., Feldman E.L., Kretzler M., Brosius F.C. 3rd, Pennathur S. Tissue-specific metabolic reprogramming drives nutrient flux in diabetic complications. JCI Insight. 2016; 1(15): e86976. doi: 10.1172/jci.insight.86976.
Smith R.L., Soeters M.R., Wüst R.C.I., Houtkooper R.H. Metabolic Flexibility as an Adaptation to Energy Resources and Requirements in Health and Disease. Endocr Rev. 2018; 39(4): 489-517. doi: 10.1210/er.2017-00211.
Tokonami N., Morla L., Centeno G., Mordasini D., Ramakrishnan S.K., Nikolaeva S., Wagner C.A., Bonny O., Houillier P., Doucet A., Firsov D. Alpha-ketoglutarate regulates acid-base balance through an intrarenal paracrine mechanism. J Clin Invest. 2013; 123(7): 3166-3171. doi:10.1172/JCI67562.
Voloshchuk O.M., Kopylchuk G.P. Indicators of the energy supply system in the liver of rats under the conditions of different nutrients content in a diet. Biopolymers and Cell. 2021; 37 (3): 259-269. doi: http://dx.doi.org/10.7124/bc.000A58
Wilding J.P. The role of the kidneys in glucose homeostasis in type 2 diabetes: clinical implications and therapeutic significance through sodium glucose co-transporter 2 inhibitors. Metabolism. 2014; 63(10): 1228-37. doi: 10.1016/j.metabol.2014.06.018.
Wu N., Yang M., Gaur U., Xu H., Yao Y., Li D. Alpha-ketoglutarate: physiological functions and applications. Biomol Ther (Seoul). 2016; 24(1): 1-8. doi:10.4062/biomolther.2015.078.
You Y.H., Quach .T, Saito R., Pham J., Sharma K. Metabolomics Reveals a Key Role for Fumarate in Mediating the Effects of NADPH Oxidase 4 in Diabetic Kidney Disease. J Am Soc Nephrol. 2016; 27(2): 466-81. doi: 10.1681/ASN.2015030302.
